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5.0: Microorganismos eucariotas unicelulares - Biología

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Objetivos de aprendizaje

  • Resumir las características generales de los parásitos eucariotas unicelulares.
  • Describir los ciclos de vida generales y los modos de reproducción en parásitos eucariotas unicelulares.
  • Identificar los desafíos asociados con la clasificación de eucariotas unicelulares.
  • Explicar el esquema taxonómico utilizado para eucariotas unicelulares.
  • Dar ejemplos de infecciones causadas por eucariotas unicelulares.

parte 1

Al llegar a casa de la escuela, Sarah, de 7 años, se queja de que una gran mancha en su brazo no deja de picar. Sigue rascándolo, llamando la atención de sus padres. Mirando más de cerca, ven que es un punto circular rojo con un borde rojo elevado (Figura ( PageIndex {1} )). Al día siguiente, los padres de Sarah la llevan a su médico, quien examina el lugar con una lámpara de Wood. La lámpara de Wood produce luz ultravioleta que hace que la mancha en el brazo de Sarah tenga fluorescencia, lo que confirma lo que el médico ya sospechaba: Sarah tiene un caso de tiña.

La madre de Sarah está mortificada al escuchar que su hija tiene un "gusano". ¿Cómo pudo pasar esto?

Ejercicio ( PageIndex {1} )

¿Cuáles son algunas formas probables en las que Sarah podría haber contraído la tiña?

Los microbios eucariotas son un grupo extraordinariamente diverso, que incluye especies con una amplia gama de ciclos de vida, especializaciones morfológicas y necesidades nutricionales. Aunque hay más enfermedades causadas por virus y bacterias que por eucariotas microscópicos, estos eucariotas son responsables de algunas enfermedades de gran importancia para la salud pública. Por ejemplo, la malaria, la enfermedad causada por protozoos, fue responsable de 584.000 muertes en todo el mundo (principalmente niños en África) en 2013, según la Organización Mundial de la Salud (OMS). El parásito protista Giardia provoca una enfermedad diarreica (giardiasis) que se transmite fácilmente a través del suministro de agua contaminada. En los Estados Unidos, Giardia es el parásito intestinal humano más común (Figura ( PageIndex {2} )). Aunque pueda parecer sorprendente, los gusanos parásitos se incluyen dentro del estudio de la microbiología porque la identificación depende de la observación de huevos o gusanos adultos microscópicos. Incluso en los países desarrollados, estos gusanos son parásitos importantes de los seres humanos y de los animales domésticos. Hay menos hongos patógenos, pero también son causas importantes de enfermedad. Por otro lado, los hongos han sido importantes en la producción de sustancias antimicrobianas como la penicilina. En este capítulo, examinaremos las características de los protistas, gusanos y hongos mientras consideramos su papel en la causa de enfermedades.

Características de los protistas

La palabra protista es un término histórico que ahora se usa informalmente para referirse a un grupo diverso de organismos eucariotas microscópicos. No se considera un término taxonómico formal porque los organismos que describe no tienen un origen evolutivo compartido. Históricamente, los protistas se agruparon informalmente en los protozoos "parecidos a animales", las algas "parecidas a plantas" y los protistas "parecidos a hongos", como los moldes de agua. Estos tres grupos de protistas difieren mucho en términos de sus características básicas. Por ejemplo, las algas son organismos fotosintéticos que pueden ser unicelulares o multicelulares. Los protozoos, por otro lado, son organismos móviles no fotosintéticos que siempre son unicelulares. También se pueden usar otros términos informales para describir varios grupos de protistas. Por ejemplo, los microorganismos que flotan o flotan en el agua, movidos por las corrientes, se denominan plancton. Los tipos de plancton incluyen el zooplancton, que es móvil y no fotosintético, y el fitoplancton, que es fotosintético.

Los protozoos habitan una amplia variedad de hábitats, tanto acuáticos como terrestres. Muchos son de vida libre, mientras que otros son parásitos, llevan a cabo un ciclo de vida dentro de un huésped o huéspedes y pueden causar enfermedades. También hay simbiontes beneficiosos que brindan servicios metabólicos a sus anfitriones. Durante la parte de alimentación y crecimiento de su ciclo de vida, se les llama trofozoíto.s; estos se alimentan de pequeñas fuentes de alimentos en partículas como las bacterias. Si bien algunos tipos de protozoos existen exclusivamente en forma de trofozoíto, otros pueden desarrollarse desde el trofozoíto hasta una etapa de quiste encapsulado cuando las condiciones ambientales son demasiado duras para el trofozoíto. Un quiste es una célula con una pared protectora, y el proceso por el cual un trofozoíto se convierte en un quiste se llama enquistamiento. Cuando las condiciones se vuelven más favorables, estos quistes son provocados por señales ambientales para volver a activarse a través de la excitación.

Un género de protozoos capaz de enquistarse es Eimeria, que incluye algunos patógenos humanos y animales. La figura ( PageIndex {3} ) ilustra el ciclo de vida de Eimeria.

Los protozoos tienen una variedad de mecanismos reproductivos. Algunos protozoos se reproducen asexualmente y otros se reproducen sexualmente; otros son capaces de reproducción tanto sexual como asexual. En los protozoos, la reproducción asexual se produce por fisión binaria, brotación o esquizogonía. En la esquizogonía, el núcleo de una célula se divide varias veces antes de que la célula se divida en muchas células más pequeñas. Los productos de la esquizogonia se denominan merozoitos y se almacenan en estructuras conocidas como esquizontes. Los protozoos también pueden reproducirse sexualmente, lo que aumenta la diversidad genética y puede conducir a ciclos de vida complejos. Los protozoos pueden producir gametos haploides que se fusionan a través de la singamia. Sin embargo, también pueden intercambiar material genético uniéndose para intercambiar ADN en un proceso llamado conjugación. Este es un proceso diferente a la conjugación que ocurre en las bacterias. El término conjugación protista se refiere a una verdadera forma de reproducción sexual eucariota entre dos células de diferentes tipos de apareamiento. Se encuentra en ciliados, un grupo de protozoos, y se describe más adelante en esta subsección.

Todos los protozoos tienen una membrana plasmática, o plasmalema, y ​​algunos tienen bandas de proteína justo dentro de la membrana que agregan rigidez, formando una estructura llamada película. Algunos protistas, incluidos los protozoarios, tienen distintas capas de citoplasma debajo de la membrana. En estos protistas, la capa de gel externa (con microfilamentos de actina) se llama ectoplasma. Dentro de esta capa hay una región de sol (fluido) del citoplasma llamada endoplasma. Estas estructuras contribuyen a formas celulares complejas en algunos protozoos, mientras que otros (como las amebas) tienen formas más flexibles (Figura ( PageIndex {4} )).

Los diferentes grupos de protozoos tienen estructuras de alimentación especializadas. Pueden tener una estructura especializada para ingerir alimentos a través de la fagocitosis, llamada citostoma, y ​​una estructura especializada para la exocitosis de desechos llamada citoprocto. Los surcos orales que conducen a los citostomas están revestidos con cilios similares a pelos para barrer las partículas de comida. Los protozoos son heterótrofos. Los protozoos que son holozoicos ingieren partículas de alimentos enteros a través de la fagocitosis. Las formas saprozoicas ingieren pequeñas moléculas de alimentos solubles.

Muchos protistas tienen flagelos en forma de látigo o cilios en forma de cabello hechos de microtúbulos que pueden usarse para la locomoción (Figura ( PageIndex {4} )). Otros protistas usan extensiones citoplásmicas conocidas como pseudópodos ("pies falsos") para unir la célula a una superficie; luego permiten que el citoplasma fluya hacia la extensión, avanzando así.

Los protozoos tienen una variedad de orgánulos únicos y, a veces, carecen de los orgánulos que se encuentran en otras células. Algunos tienen vacuola contráctils, orgánulos que se pueden usar para sacar agua de la célula para la regulación osmótica (equilibrio de agua y sal) (Figura ( PageIndex {4} )). Las mitocondrias pueden estar ausentes en los parásitos o alteradas a cinetoplasto (mitocondrias modificadas) o hidrogenosomas (ver Características únicas de las células procariotas para más información sobre estas estructuras).

Ejercicio ( PageIndex {2} )

¿Cuál es la secuencia de eventos en la reproducción por esquizogonía y cómo se llaman las células producidas?

Taxonomía de los protistas

Los protistas son un grupo polifilético, lo que significa que carecen de un origen evolutivo compartido. Dado que la taxonomía actual se basa en la historia evolutiva (según lo determinado por la bioquímica, la morfología y la genética), los protistas se encuentran dispersos en muchos grupos taxonómicos diferentes dentro del dominio Eukarya. Eukarya está actualmente dividido en seis supergrupos que se dividen en subgrupos, como se ilustra en la (Figura ( PageIndex {5} )). En esta sección, nos ocuparemos principalmente de los supergrupos Amoebozoa, Excavata y Chromalveolata; estos supergrupos incluyen muchos protozoos de importancia clínica. Los supergrupos Opisthokonta y Rhizaria también incluyen algunos protozoos, pero pocos de importancia clínica. Además de los protozoos, Opisthokonta también incluye animales y hongos, algunos de los cuales discutiremos en Helmintos y hongos parasitarios. Algunos ejemplos de Archaeplastida se discutirán en Algae. La Figura ( PageIndex {6} ) y la Figura ( PageIndex {7} ) resumen las características de cada supergrupo y subgrupo y enumeran los representantes de cada uno.

Ejercicio ( PageIndex {3} )

¿Qué supergrupos contienen los protistas clínicamente significativos?

Amebozoos

El supergrupo Amoebozoa incluye protozoos que utilizan el movimiento ameboide. Los microfilamentos de actina producen pseudópodos, en los que fluye el resto del protoplasma, moviendo así el organismo. El genero Entamoebaincluye especies comensales o parasitarias, incluidas las de importancia médica E. histolytica, que se transmite por quistes en las heces y es la principal causa de disentería amebiana. La famosa "ameba devoradora de cerebros" Naegleria fowleri, también se clasifica dentro de los Amoebozoa. Este parásito mortal se encuentra en agua dulce tibia y causa meningoencefalitis amebiana primaria (PAM). Otro miembro de este grupo es Acanthamoeba, que puede causar queratitis (inflamación de la córnea) y ceguera.

Los Eumycetozoa son un grupo inusual de organismos llamados mohos limosos, que anteriormente se habían clasificado como animales, hongos y plantas (Figura ( PageIndex {8} )). Los moldes de fango se pueden dividir en dos tipos: moldes de fango celular y moldes de fango plasmodial. Los mohos de limo celular existen como células ameboides individuales que se agregan periódicamente en una babosa móvil. El agregado luego forma un cuerpo fructífero que produce esporas haploides. Los mohos de limo plasmodial existen como grandes células ameboides multinucleadas que forman tallos reproductivos para producir esporas que se dividen en gametos. Un moho de limo celular, Dictyostelium discoideum, ha sido un organismo de estudio importante para comprender la diferenciación celular, porque tiene etapas de vida unicelulares y multicelulares, y las células muestran cierto grado de diferenciación en la forma multicelular. La Figura ( PageIndex {9} ) y la Figura ( PageIndex {10} ) ilustran los ciclos de vida de los mohos mucosos celulares y plasmodiales, respectivamente.

Chromalveolata

El supergrupo Chromalveolata está unido por orígenes similares de los plastidios de sus miembros e incluye los apicomplejos, ciliados, diatomeas y dinoflagelados, entre otros grupos (cubriremos las diatomeas y dinoflagelados en Algas). Los apicomplejos son parásitos intra o extracelulares que tienen un complejo apical en un extremo de la célula. El complejo apical es una concentración de orgánulos, vacuolas y microtúbulos que permite que el parásito ingrese a las células huésped (Figura ( PageIndex {11} )). Los apicomplejos tienen ciclos de vida complejos que incluyen un esporozoito infeccioso que sufre esquizogonia para producir muchos merozoitos (ver el ejemplo en la Figura ( PageIndex {3} )). Muchos son capaces de infectar una variedad de células animales, desde insectos hasta ganado y humanos, y sus ciclos de vida a menudo dependen de la transmisión entre múltiples hospedadores. El genero Plasmodium es un ejemplo de este grupo.

Otros apicomplejos también son de importancia médica. Cryptosporidium parvum causa síntomas intestinales y puede causar diarrea epidémica cuando los quistes contaminan el agua potable. Theileria (Babesia) microti, transmitido por la garrapata Ixodes scapularis, causa fiebre recurrente que puede ser fatal y se está convirtiendo en un patógeno común transmitido por transfusiones en los Estados Unidos (Theileria y Babesia son géneros estrechamente relacionados y existe cierto debate sobre la mejor clasificación). Finalmente, Toxoplasma gondii causa toxoplasmosis y puede transmitirse a partir de heces de gato, frutas y verduras sin lavar o carne poco cocida. Debido a que la toxoplasmosis puede estar asociada con defectos de nacimiento graves, las mujeres embarazadas deben ser conscientes de este riesgo y tener cuidado si están expuestas a las heces de gatos potencialmente infectados. Una encuesta nacional encontró que la frecuencia de individuos con anticuerpos contra la toxoplasmosis (y, por lo tanto, que presumiblemente tienen una infección latente actual) en los Estados Unidos es del 11%. Las tasas son mucho más altas en otros países, incluidos algunos países desarrollados.1 También hay evidencia y una gran cantidad de teorizaciones de que el parásito puede ser responsable de alterar el comportamiento y los rasgos de personalidad de los seres humanos infectados.2

Los ciliados (Ciliaphora), también dentro de la Chromalveolata, son un grupo grande y muy diverso que se caracteriza por la presencia de cilios en su superficie celular. Aunque los cilios se pueden usar para la locomoción, a menudo también se usan para alimentarse y algunas formas no son móviles. Balantidium coli (Figure ( PageIndex {12} )) es el único cilio parasitario que afecta a los humanos al causar una enfermedad intestinal, aunque rara vez causa problemas médicos graves, excepto en los inmunodeprimidos (aquellos que tienen un sistema inmunológico debilitado). Quizás el ciliado más familiar es Paramecio, un organismo móvil con un citostoma y un citoprocto claramente visibles que a menudo se estudia en los laboratorios de biología (Figura ( PageIndex {13} )). Otro ciliado, Stentor, es sésil y usa sus cilios para alimentarse (Figura ( PageIndex {14} )). Generalmente, estos organismos tienen un micronúcleo que es diploide, somático y se usa para la reproducción sexual por conjugación. También tienen un macronúcleo que se deriva del micronúcleo; el macronúcleo se vuelve poliploide (múltiples conjuntos de cromosomas duplicados) y tiene un conjunto reducido de genes metabólicos.

Los ciliados pueden reproducirse a través de la conjugación, en la que dos células se unen entre sí. En cada célula, los micronúcleos diploides experimentan meiosis, produciendo ocho núcleos haploides cada uno. Entonces, todos menos uno de los micronúcleos haploides y el macronúcleo se desintegran; el micronúcleo restante (haploide) sufre mitosis. Luego, las dos células intercambian un micronúcleo cada una, que se fusiona con el micronúcleo restante presente para formar un nuevo micronúcleo diploide, genéticamente diferente. El micronúcleo diploide sufre dos divisiones mitóticas, por lo que cada célula tiene cuatro micronúcleos y dos de los cuatro se combinan para formar un nuevo macronúcleo. Los cromosomas en el macronúcleo luego se replican repetidamente, el macronúcleo alcanza su estado poliploide y las dos células se separan. Las dos células ahora son genéticamente diferentes entre sí y de sus versiones anteriores.

Los Öomycetes tienen similitudes con los hongos y una vez se clasificaron con ellos. También se les llama moldes de agua. Sin embargo, se diferencian de los hongos en varios aspectos importantes. Los Öomicetos tienen paredes celulares de celulosa (a diferencia de las paredes celulares quitinosas de los hongos) y generalmente son diploides, mientras que las formas de vida dominantes de los hongos son típicamente haploides. Phytophthora, el patógeno vegetal encontrado en el suelo que causó la hambruna de la papa en Irlanda, se clasifica dentro de este grupo (Figura ( PageIndex {15} )).

Explore los procedimientos para detectar la presencia de un apicomplexano en un suministro público de agua, en este sitio web.

Este video muestra la alimentación de Stentor.

Excavata

El tercer y último supergrupo que se considerará en esta sección es el Excavata, que incluye eucariotas primitivos y muchos parásitos con capacidades metabólicas limitadas. Estos organismos tienen estructuras y formas celulares complejas, que a menudo incluyen una depresión en la superficie de la célula llamada excavación. El grupo Excavata incluye los subgrupos Fornicata, Parabasalia y Euglenozoa. La Fornicata carece de mitocondrias pero tiene flagelos. Este grupo incluye Giardia lamblia (también conocido como G. intestinalis o G. duodenalis), un patógeno generalizado que causa enfermedades diarreicas y que puede transmitirse a través de quistes de las heces que contaminan los suministros de agua (Figura ( PageIndex {2} )). Las parabasalias son endosimbiontes animales frecuentes; viven en las entrañas de animales como termitas y cucarachas. Tienen cuerpos basales y mitocondrias modificadas (cinetoplasto). También tienen una estructura celular grande y compleja con una membrana ondulante y, a menudo, tienen muchos flagelos. Las tricomonas (un subgrupo de Parabasalia) incluyen patógenos como tricomonas vaginalis, que causa la tricomoniasis, una enfermedad de transmisión sexual humana. La tricomoniasis a menudo no causa síntomas en los hombres, pero los hombres pueden transmitir la infección. En las mujeres, causa molestias y secreciones vaginales y puede causar complicaciones durante el embarazo si no se trata.

Los Euglenozoos son comunes en el medio ambiente e incluyen especies fotosintéticas y no fotosintéticas. Miembros del género Euglena típicamente no son patógenos. Sus células tienen dos flagelos, una película, un estigma (mancha ocular) para detectar la luz y cloroplastos para la fotosíntesis (Figura ( PageIndex {16} )). La película de Euglena está formado por una serie de bandas de proteínas que rodean la célula; da soporte a la membrana celular y le da forma a la célula.

Los euglenozoos también incluyen los tripanosomas, que son patógenos parásitos. El genero Tripanosoma incluye T. brucei, que causa tripanosomiasis africana (enfermedad del sueño africana y T. cruzi, que causa tripanosomiasis americana (enfermedad de Chagas). Estas enfermedades tropicales se transmiten por picaduras de insectos. En la enfermedad del sueño africana, T. brucei coloniza la sangre y el cerebro después de ser transmitido a través de la picadura de una mosca tsetsé (Glossina spp.) (Figura ( PageIndex {17} )). Los primeros síntomas incluyen confusión, dificultad para dormir y falta de coordinación. Si no se trata, es fatal.

La enfermedad de Chagas se originó y es más común en América Latina. La enfermedad se transmite por Triatoma spp., insectos a menudo llamados "chinches besadores" y afectan el tejido cardíaco o los tejidos del sistema digestivo. Los casos no tratados pueden eventualmente provocar insuficiencia cardíaca o trastornos digestivos o neurológicos importantes.

El genero Leishmania incluye tripanosomas que causan enfermedades de la piel que desfiguran y, a veces, también enfermedades sistémicas.

parásitos desatendidos

Los Centros para el Control y la Prevención de Enfermedades (CDC) son responsables de identificar las prioridades de salud pública en los Estados Unidos y desarrollar estrategias para abordar las áreas de preocupación. Como parte de este mandato, el CDC ha identificado oficialmente cinco enfermedades parasitarias que considera que se han desatendido (es decir, que no se han estudiado adecuadamente). Estas infecciones parasitarias desatendidas (NPI) incluyen toxoplasmosis, enfermedad de Chagas, toxocariasis (una infección por nematodos transmitida principalmente por perros infectados), cisticercosis (una enfermedad causada por una infección tisular de la tenia Taenia solium) y tricomoniasis (una enfermedad de transmisión sexual causada por el parabasalide Trichomonas vaginalis).

La decisión de nombrar estas enfermedades específicas como NPI significa que los CDC dedicarán recursos para mejorar la conciencia y desarrollar mejores pruebas de diagnóstico y tratamiento a través de estudios de los datos disponibles. Los CDC también pueden asesorar sobre el tratamiento de estas enfermedades y ayudar en la distribución de medicamentos que de otro modo serían difíciles de obtener.

Por supuesto, los CDC no tienen recursos ilimitados, por lo que al priorizar estas cinco enfermedades, efectivamente está despriorizando a otras. Dado que muchos estadounidenses nunca han oído hablar de muchas de estas NPI, es justo preguntarse qué criterios utilizaron los CDC para priorizar las enfermedades. Según los CDC, los factores considerados fueron el número de personas infectadas, la gravedad de la enfermedad y si la enfermedad se puede tratar o prevenir. Aunque varios de estos NPI pueden parecer más comunes fuera de los Estados Unidos, los CDC argumentan que muchos casos en los Estados Unidos probablemente no se diagnostican ni se tratan porque se sabe muy poco sobre estas enfermedades.4

¿Qué criterios deben tenerse en cuenta al priorizar las enfermedades con fines de financiación o investigación? ¿Son razonables los identificados por los CDC? ¿Qué otros factores podrían considerarse? ¿Deberían las agencias gubernamentales como los CDC tener los mismos criterios que los laboratorios privados de investigación farmacéutica? ¿Cuáles son las implicaciones éticas de despriorizar otras enfermedades parasitarias potencialmente desatendidas como la leishmaniasis?

Conceptos clave y resumen

  • Protistas son diversos, polifilético grupo de organismos eucariotas.
  • Los protistas pueden ser unicelulares o multicelulares. Varían en la forma en que obtienen su nutrición, morfología, método de locomoción y modo de reproducción.
  • Las estructuras importantes de los protistas incluyen vacuolas contráctilescilios, flagelos, peliculasy pseudópodos; algunos carecen de orgánulos como las mitocondrias.
  • La taxonomía de los protistas está cambiando rápidamente a medida que las relaciones se reevalúan utilizando técnicas más nuevas.
  • Los protistas incluyen patógenos y parásitos importantes.

Opción multiple

¿Qué género incluye el agente causante de la malaria?

A. Euglena
B. Paramecio
C. Plasmodium
D. Trypanosoma

C

¿Qué protista es motivo de preocupación debido a su capacidad para contaminar los suministros de agua y causar enfermedades diarreicas?

A. Plasmodium vivax
B. Toxoplasma gondii
C. Giardia lamblia
D. Trichomonas vaginalis

C

Complete el espacio en blanco

La membrana plasmática de un protista se llama __________.

plasmalema

Los animales pertenecen al mismo supergrupo que el reino __________.

Hongos

Respuesta corta

¿Qué son los cinetoplastidos?

Aparte del riesgo de defectos congénitos, ¿qué otro efecto podría tener una infección por toxoplasmosis?

¿Cuál es la función del macronúcleo ciliado?

Pensamiento crítico

¿Cuál de los siguientes tiene el protista que se muestra?

A. pseudópodos
B. flagelos
C. un caparazón
D. cilios

(crédito: modificación del trabajo de Richard Robinson)

La taxonomía protista ha cambiado mucho en los últimos años a medida que las relaciones se han reexaminado utilizando enfoques más nuevos. ¿En qué se diferencian los enfoques más nuevos de los enfoques anteriores?

¿Qué características podrían hacerle pensar que un protista podría ser patógeno? ¿Es probable que ciertas características nutricionales, métodos de locomoción o diferencias morfológicas estén asociadas con la capacidad de causar enfermedades?

Notas al pie

  1. 1 J. Flegr y col. “Toxoplasmosis: una amenaza mundial. Correlación de la toxoplasmosis latente con la carga de enfermedad específica en un conjunto de 88 países ". Más uno 9 no. 3 (2014): e90203.
  2. 2 J. Flegr. "Efectos del Toxoplasma en el Comportamiento Humano". Toro esquizofrenia 33, no. 3 (2007): 757–760.
  3. 3 Centros para el Control y la Prevención de Enfermedades. "Infecciones parasitarias desatendidas (NPI) en los Estados Unidos". http://www.cdc.gov/parasites/npi/. Última actualización el 10 de julio de 2014.
  4. 4 Centros para el Control y la Prevención de Enfermedades. "Hoja informativa: Infecciones parasitarias desatendidas en los Estados Unidos". www.cdc.gov/parasites/resourc..._factsheet.pdf

SISTEMA DE LOS CINCO REINOS

En esta lección, discutimos la clasificación de cinco reinos.

La clasificación de los cinco reinos es propuesta por RH Whittaker en 1969. Monera, Protista, Fungi, Plantae y Animalia.

En esta lección, mostramos una breve introducción a estos reinos. Para obtener más información sobre el reino, visite una lección en particular sobre ese reino.

Los principales criterios utilizados para esta clasificación son estructura celular, organización del talo, modo de nutrientes, reproducción y relación filogenética. Además de estas grandes características, también ha dado importancia a personajes de rol ecológico y modo de reproducción.

Criterios principales en los que se basa la clasificación de los cinco reinos

CriterioReino
MoneraProtistaPlantaeHongosAnimalia
Tipo de célulaProcariotaEucariotaEucariotaEucariotaEucariota
Organizacion celularUnicelularUnicelularMulticelularMulticelularMulticelular
Modo de nutriciónVariable Ftotrófica / heterotrófica / chaemoautotróficaFototrófico / heterotróficoAutótrofo (fotosíntesis)Heterótrofo (absorción)Heterótrofo (ingestión)
ReproducciónAsexualAsexual o sexual sin etapa embrionariaAsexual o sexual con etapa embrionariaAsexual o sexual con esporasSexual con etapa embrionaria
Papel ecológicoVariableVariableProductorDescomponedorConsumidor

También intentó establecer una relación filogenética entre varios grupos de diferentes reinos.

Según él, las primeras formas de vida (progenota) produjeron organismos procarióticos o monerans. Monera dio origen a los protistas probablemente a través de la asociación de varios tipos de monerans primitivos y avanzados. Los protistas en charrán dieron lugar a hongos, plantas y animales.

Se discuten brevemente los rasgos característicos y los miembros de cada uno de los cinco reinos:


Lo que aprenderá:

Una célula eucariota típica tiene un núcleo unido a membrana, citoesqueleto, orgánulos unidos a membrana como el retículo endoplásmico, aparato de Golgi, lisosomas, cloroplastos y mitocondrias, además de la membrana plasmática, el citoplasma y los ribosomas.

Membrana de plasma: Los eucariotas tienen una membrana plasmática bicapa basada en fosfolípidos que tiene proteínas periféricas, integrales y de transporte incrustadas en ella. Alberga el citoplasma y todos los demás orgánulos unidos a la membrana dentro de él. Una mezcla de esteroles también constituye la membrana debido a la cual las membranas eucariotas tienen una fluidez considerable.

Ribosomas: Son el sitio de síntesis de proteínas en una célula y pueden estar libres en el citoplasma o unidas a la membrana de un orgánulo. Mientras que los ribosomas procariotas tienen un tamaño de 70S, los eucariotas tienen un ribosoma 80S con subunidades 60S y 40S.

Citoesqueleto: El citoesqueleto es una matriz de fibras y tubos que brindan soporte estructural a la célula y ayudan en el movimiento de organismos unicelulares. Los microfilamentos, los filamentos intermedios y los microtúbulos forman el citoesqueleto de las células eucariotas.


Taxonomía de los protistas

Los protistas son un polifilético grupo, lo que significa que carecen de un origen evolutivo compartido. Dado que la taxonomía actual se basa en la historia evolutiva (según lo determinado por la bioquímica, la morfología y la genética), los protistas se encuentran dispersos en muchos grupos taxonómicos diferentes dentro del dominio Eukarya. Eukarya se divide actualmente en seis supergrupos que se dividen en subgrupos, como se ilustra en la (Figura 5). En esta sección, nos ocuparemos principalmente de los supergrupos Amebozoos, Excavata, y Chromalveolata estos supergrupos incluyen muchos protozoos de importancia clínica. Los supergrupos Opisthokonta y Rhizaria también incluyen algunos protozoos, pero pocos de importancia clínica. Además de los protozoos, Opisthokonta también incluye animales y hongos, algunos de los cuales discutiremos en Helmintos y hongos parasitarios. Algunos ejemplos de Archaeplastida se discutirán en Algae. La Figura 6 y la Figura 7 resumen las características de cada supergrupo y subgrupo y enumeran los representantes de cada uno.

Figura 5. Este árbol muestra una clasificación propuesta del dominio Eukarya basada en relaciones evolutivas. Actualmente, el dominio Eukarya está dividido en seis supergrupos. Dentro de cada supergrupo hay múltiples reinos. Las líneas punteadas indican relaciones evolutivas sugeridas que siguen siendo objeto de debate.

Componentes de las células eucariotas

A célula eucariota es una célula que tiene un núcleo unido a la membrana y otros compartimentos o sacos unidos a la membrana, llamados orgánulos, que tienen funciones especializadas. Los animales, las plantas y los hongos son todos eucariotas. La palabra eucariota significa "núcleo verdadero" o "núcleo verdadero", aludiendo a la presencia del núcleo unido a la membrana en estas células. La palabra "orgánulo" significa "órgano pequeño" y, como ya se mencionó, los orgánulos tienen funciones celulares especializadas, al igual que los órganos de su cuerpo tienen funciones especializadas. Las células eucariotas son más grandes y complejas que las células procariotas. Además, los organismos eucariotas pueden ser multicelulares, mientras que todos los procariotas son unicelulares.


Métodos

Cepa

La cepa Axénica (AX2) de Dictyostelium discoideum fue entregado generosamente por Peter Devreotes en la Universidad Johns Hopkins. Esta tinción se utilizó como material principal para los experimentos de RNA-seq, ChIP-seq y ATAC-seq. La otra cepa axénica (AX4) y la srfA El mutante knock out se obtuvo de Dicty Stock Center. Cultivamos la cepa a 22 ° C agitada en la incubadora a 180 rpm en medio HL5 con 300 μg / ml de estreptomicina.

Anticuerpos

Los anticuerpos utilizados para inmunoprecipitación de histona cromatina y transferencias de Western fueron: conejo anti-H3 (Abcam Ab1791), conejo anti-H3K27ac (Abcam Ab4729), conejo anti-H3K4me3 (Abcam Ab8580), conejo anti-H3K9me3 (Abcam Ab8898), conejo anti- H3K27me3 (Abcam Ab6002), conejo anti-H3K36me3 (Abcam Ab 9050) y conejo anti-H3K4me1 (Abcam Ab8895). Estos anticuerpos han demostrado especificidad en eucariotas [53,54,55,56,57,58,59].

Espectrometría de masas cuantitativa

Derivatización química de histonas y preparación de péptidos para espectrometría de masas

Las histonas se propionilaron como se describió anteriormente [60]. Brevemente, las proteínas se diluyeron con acetonitrilo y se neutralizaron con hidróxido de amonio. La derivatización química de lisinas se realizó con anhídrido propiónico dos veces, las proteínas se digirieron con tripsina, luego se realizaron dos rondas adicionales de derivatización. Los péptidos propionilados se desalaron usando un protocolo MCX (cartucho Oasis MCX 1 cc / 30 mg LP, Waters Corporation).

Cromatografía líquida-espectrometría de masas Orbitrap

Los péptidos se analizaron con un Thermo Dionex UPLC acoplado con un espectrómetro de masas en tándem Thermo Q-Exactive HF. Usamos una columna extraída internamente creada a partir de un capilar de sílice fundida de 75 μm de diámetro interno empaquetada con perlas ReproSil-Pur C18 de 3 μm (Dr. Maisch) a 30 cm. El disolvente A era ácido fórmico al 0,1% en agua, mientras que el disolvente B era ácido fórmico al 0,1% en acetonitrilo al 80%. Para cada inyección, cargamos aproximadamente 1 μg de péptidos y los separamos usando un gradiente de 47 min del 2 al 35% de B, seguido de un gradiente de lavado de 13 min.

Para el análisis de adquisición dependiente de datos (DDA), se utilizó un método de los 20 principales (estado de carga predeterminado 2, objetivo de AGC mínimo 5e4, exclusión de carga 1 y & gt 6, y exclusión dinámica 4 s) con MS completo (resolución 120,000 AGC 3e6, máximo de TI 50 ms) y dependiente de los datos-MS2 (resolución 15.000 AGC 1e6, máximo IT 40 ms, ventana de aislamiento 2,0 m / z, NCE 27)).

Para el análisis de adquisición independiente de datos (DIA), el Thermo Q-Exactive HF se configuró para adquirir espectros DIA de ventana de aislamiento de precursores de 25 × 24 m / z (que cubren 300-900 m / z) (resolución de 30.000, objetivo AGC 1e6, inyección máxima tiempo 60 ms, 27 NCE) utilizando un patrón de ventana escalonada optimizado. Los espectros de precursores (rango objetivo ± 15 m / z a una resolución de 60.000, objetivo AGC 1e6, tiempo máximo de inyección 60 ms) se intercalaron cada 51 espectros MS / MS. El esquema de la ventana de aislamiento se detalla en la carpeta del proyecto PanoramaWeb, https://panoramaweb.org/dictyostelium_histones.url

Para la monitorización de reacciones paralelas (PRM), se configuró un espectrómetro de masas Thermo Fusion tribrid para adquirir m / z objetivo utilizando Orbitrap tMS 2 (resolución 30.000, estándar objetivo AGC, tiempo máximo de inyección 60 ms, 30% CID CE) con espectros precursores (objetivo rango 290–910 m / z con resolución de 60.000, objetivo AGC 1e6, tiempo máximo de inyección 60 ms) intercalados cada 50 espectros MS / MS. La lista de aislamiento se detalla en la carpeta del proyecto PanoramaWeb, https://panoramaweb.org/dictyostelium_histones.url

Análisis de datos de DDA

Los archivos RAW se convirtieron a MZML usando MSConvert (versión 3.0.18). Se utilizó Byonic (versión 3.10.2) para buscar un Dictyostelium FASTA con proteínas histonas y contaminantes (en la carpeta del proyecto PanoramaWeb, https://panoramaweb.org/dictyostelium_histones.url) dentro de Proteome Discoverer (versión 2.4) utilizando los siguientes parámetros: digestión arg-c, 2 escisiones máximas omitidas, longitud mínima del péptido 7 8 modificaciones máximas carbamidometilo fijo en C y U, oxidación variable en M, acetilación variable en el extremo N-terminal y K de la proteína, metilación en R, dimetilación en K y R, trimetilación en la proteína N-terminal A y K, fosforilación en S, T, e Y, propionilación en el extremo N-terminal y K del péptido, propionil-metilación en K, y propionilación de GG en el precursor de K, tolerancia de masa de 10 ppm, tolerancia de masa de producto de 20 ppm de fragmentación de HCD.

Análisis de datos DIA

Los archivos de datos de espectrometría de masas se demultiplexaron y se convirtieron a MZML utilizando MSConvert (versión 3.0.18). Los resultados de la búsqueda en la base de datos del análisis de datos DDA se integraron en una biblioteca espectral utilizando Bibliospec [61] en Skyline-daily (versión 20.1) [62]. Los archivos DIA se importaron a Skyline utilizando los ID de MS / MS en la biblioteca espectral (todos los ajustes predeterminados, excepto los ajustes de péptidos: enzima de digestión ArgC [R | P], proteoma de fondo de Uniprot Dictyostelium FASTA (consultado el 21 de diciembre de 2020, 12742 entradas) Configuración de transición: filtro para cargas precursoras 1–3, cargas iónicas 1–2, tipos de iones y, b, p desde el ión 1 hasta el último ión Filtro Full-Scan MS1 ​​con picos isotópicos incluidos ( Count) y el filtrado MS / MS para la adquisición de DIA, el analizador de masa de producto centroide y el esquema de aislamiento de resultados solo usan solo exploraciones dentro de los 5 minutos de las ID de MS / MS).

Análisis de datos de PRM

Se construyó una lista de objetivos a partir de la combinación de productos cartesianos de modificaciones conocidas y Dictyostelium proteínas histonas (Uniprot, consultado el 31 de diciembre de 2020, 7 entradas) mediante un script Python personalizado. Skyline-daily (versión 20.1) se configuró con estos péptidos diana (todos los ajustes predeterminados excepto los ajustes de péptidos: enzima de digestión ArgC [R | P], proteoma de fondo de Uniprot Dictyostelium histona FASTA (consultado el 31 de diciembre de 2020, 7 entradas) configuración de transición: filtro para cargas precursoras 1–3, cargas iónicas 1–2, tipos de iones y, b, p desde el ión 1 hasta el último ión Filtrado MS1 de barrido completo con picos de isótopos incluidos (recuento) y filtrado MS / MS para adquisición dirigida, el analizador de masa de producto centroide incluye todos los escaneos coincidentes). Los datos se importaron y los picos se curaron manualmente utilizando el producto escalar de isótopos, el producto escalar cuando las entradas de la biblioteca espectral estaban disponibles y la información del tiempo de retención.

Análisis estadístico de datos de espectrometría de masas.

La función de comparación de grupos de horizonte se utilizó para calcular las abundancias diferenciales utilizando los datos DIA procesados. Los parámetros incluyeron establecer el valor del grupo de control en un valor "vegetativo" para compararlo como montículo, fructificación o transmisión Método de normalización: Ion total Nivel de confianza actual: 95% de alcance: método de resumen de péptidos: pulido medio de Tukey usando cero para los picos faltantes.

Secuencia de ARN

El ARNm se extrajo de las células AX2 almacenadas a -80 ° C utilizando el kit de micropurificación directa de ARNm Dynabeads (Invitrogen). Las muestras se lisaron usando un homogeneizador de tejidos (Kontes) en el tampón de lisis. Se asignaron dos réplicas biológicas para cada etapa vegetativa, de flujo, de montículo y de fructificación, respectivamente. En total, se prepararon 8 grupos para bibliotecas de RNA-seq con 500 ng de mRNA como materiales de partida utilizando el kit de preparación de bibliotecas de qRNA-Seq de NEXTflex Illumina (Bioo Scientific). En resumen, el ARNm se fragmentó en un tampón catiónico y se sometió a síntesis de la primera y segunda hebra, adenilación, ligación del adaptador de índice molecular y amplificación por PCR durante 11 ciclos. Los productos amplificados fueron limpiados por Agencourt AmPure XP Magnetic Beads (Beckman Coulter) y la calidad verificada por Agilent 2200 Tapestation D1000. La densidad de agrupación óptima se determinó mediante el kit de cuantificación de la biblioteca KAPA antes de agrupar las muestras en una biblioteca agrupada (5 nM) y secuenciar a través de la plataforma Nextseq 500.

Los archivos fastq se filtraron con una puntuación Q de 30 o superior y se recortaron para los adaptadores de secuenciación utilizando CutAdapt (versión 2.5). El proceso de análisis comenzó con la pseudoalineación de las lecturas utilizando kallisto [63], seguido de la construcción de un índice y un proceso de cuantificación, que generó archivos h5 que contienen los archivos binarios sin procesar para el análisis diferencial preliminar en sleuth [64]. El análisis diferencial se llevó a cabo en EdgeR [65] brevemente, se creó el objeto DEGlist y se mantuvieron los genes que lograron al menos un recuento por millón (cpm) en dos muestras biológicas replicadas. El tamaño efectivo de la biblioteca se calculó utilizando la normalización de la media recortada de los valores M (TMM). Los genes significativos se dedujeron calculando NB pruebas exactas de genes con correcciones pag & lt 0,05. La ontología genética (término GO Gene Ontology Consortium 2015) para el análisis de sobrerrepresentación y los diagramas fueron generados por el paquete R clusterProfiler (versión 3.18.0) [66]. La matriz de control de calidad de secuenciación se muestra en el archivo adicional 9: Tabla S8.

ChIP-seq

10 millones D. discoideum las células se recolectaron y disociaron en diferentes etapas del ciclo de vida como se describe en [67] con las siguientes modificaciones.Después de la disociación, las células se reticularon con tampón de enlace 1x (HEPES-NaOH 11 mM, NaCl 110 mM, EDTA 1,1 mM y EGTA 1,1 mM) con formaldehído al 1% durante 10 min a TA y se inactivaron con glicina 2 M. Las muestras se fragmentaron aplicando un biorupter durante 25 ciclos en la cámara fría con 30 segundos de encendido y 30 segundos de apagado por ciclo. La cromatina aclarada previamente se incubó con suspensiones de perlas acopladas con anticuerpo y se hizo rotar a 4ºC durante la noche. El ADN se eluyó de las perlas mediante 200 µl de TE con SDS al 1%.

Se generaron bibliotecas de histonas ChIP-Seq utilizando el kit Ovation Ultralow V2 (Nugen, 0344-32) de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Las bibliotecas se amplificaron por PCR durante 13-16 ciclos dependiendo del anticuerpo, y la calidad de la biblioteca se evaluó utilizando el bioanalizador Agilent 2100 (Agilent Technologies). Se generaron lecturas de setenta y cinco pb en el Illumina Nextseq 500 (Illumina). ChIP-seq se secuenciaron a una profundidad de al menos 8 millones de lecturas totales / muestra.

Los archivos fastq sin procesar se recortaron para los primeros y últimos 8 nucleótidos, se utilizó multiqc (versión 1.5) para resumir los resultados de fastQC (versión 0.11.3) [68], y los archivos recortados se asignaron al Dictyostelium discoideum genoma (versión 2.5) [21] usando bowtie2 (versión 2.3.4.3) [69]. Las lecturas duplicadas se eliminaron mediante picard y los archivos bam ordenados se sometieron a llamadas máximas con MACS2 (versión 2.1.1.20160309) utilizando H3 como controles [70, 71]. Tanto la entrada de ADN como el H3 se utilizaron como controles. Los picos fueron visualizados por Integrative Genomics Viewer (IGV 2.3.44). Los análisis de unión diferencial se realizaron mediante el paquete R Diffbind (versión 3.0.14) utilizando recuentos de lectura de ChIP normalizados log2 con FDR & lt 0,05 [72]. El análisis de metagen y la distribución de características genómicas fueron realizados por ChIPSeeker (versión 1.26.2) utilizando la función anotatePeak con archivos de pico estrecho como entrada [73]. El sitio de inicio de la transcripción (TSS), el exón, el intrón y el sitio de terminación de la transcripción (TTS) se determinaron utilizando la función makeTxDbFromBiomart de la base de datos Ensemble BioMart (versión 2.7). Los promotores se definieron por las regiones 1500 pb aguas arriba del TSS, y aguas abajo se definieron como 3000 pb aguas abajo del extremo del gen (TTS). Dado que algunas anotaciones pueden superponerse, adoptamos el principio predeterminado en ChIPSeeker para priorizar la anotación genómica en el siguiente orden: promotor, exón, intrón, aguas abajo e intergénico. La matriz de control de calidad de secuenciación se muestra en el archivo adicional 9: Tabla S8.

ATAC-seq

Para evaluar regiones de cromatina abierta, pellets congelados de D discoideum Las células de las diversas etapas se lavaron dos veces con PBS frío y se lisaron con Tris-HCl 10 mM (pH 7,4), NaCl 10 mM, MgCl 3 mM2, 0,1% de Igepal-630. Los núcleos se transpusieron utilizando el kit de preparación de la biblioteca de ADN de Nextera (Illumina, FC-121-1030). Las bibliotecas transpuestas se amplificaron durante 11 ciclos y el tamaño se seleccionó para fragmentos que oscilaban entre 200 y 1000 pb. Los experimentos de ATAC-seq se secuenciaron a una profundidad mínima de 10 millones de lecturas / muestra. Para la preparación de muestras frescas, Dictyostelium se disociaron físicamente y se lavaron dos veces con PBS con BSA al 0,04% y se lisaron con Tris-HCL 10 mM (pH 7,4), NaCl 10 mM, MgCl 3 mM2, Tween 20 al 0,5%, NP-50 al 0,5%, digitonina al 0,05% (Promega G944A), BSA al 1% y celulasa al 0,5% en hielo o temperatura ambiente durante 30 min para lisar completamente las células. La validación de la lisina ATACseq equivalente de diferentes etapas se realizó mediante tinción con azul tripán y se optimizó mediante detección por PCR en tiempo real de la liberación de ARN ribosómico.

Los archivos sin procesar de fastq se recortaron para los primeros y últimos 8 nucleótidos, el multiqc se utilizó para resumir los resultados de fastQC [68], y los archivos recortados se asignaron al Dictyostelium discoideum genoma [21] utilizando bowtie2 [69], y el genoma de las mitocondrias se eliminó en el proceso de alineación. Las lecturas duplicadas se eliminaron mediante picard y los archivos bam ordenados se sometieron a llamadas máximas con MACS2 [70, 71]. Los picos se visualizaron en Integrative Genomics Viewer (IGV 2.3.44). Asimismo, las regiones de cromatina abiertas y la anotación de picos se dedujeron con Diffbind [72] y ChIPSeeker, respectivamente [73]. La matriz de control de calidad de secuenciación se muestra en el archivo adicional 9: Tabla S8.

Análisis de motivos

Las regiones de cromatina abiertas específicas de etapa / unicelular / multicelular, los sitios de unión de histonas enriquecidos y los promotores de genes enriquecidos significativos se extrajeron como la secuencia de entrada para homer (versión 4.11.1) [74]. Todas las secuencias promotoras se obtuvieron de dictyBase como secuencia de fondo [75]. El descubrimiento del motivo se realizó usando el comando "findMotif.pl" de Homer.

Análisis de genes ortólogos

El árbol filogenético se construyó sobre el árbol de la vida interactivo (iTOL versión 6) [76]. Los genes ortólogos entre D. discoideum, C.elegans y S.pombe se obtuvieron utilizando metáforas (versión 1.0) basadas en la predicción de la ortología de la filogenia a escala genómica [45]. La comparación entre las especies y las regiones de intersección se extrajo utilizando herramientas de cama (versión 2.27.1) [77]. Los gráficos se generaron en R (versión 4.0.2), excel o prism (versión 9).

Ensayo de multicelularidad

los D. discoideum las células se recogieron en la fase logarítmica media para 5 x 108 células. Las células se suspendieron en tampón de desarrollo (5 mM de Na2HPO4, 5 mM KH2correos4, CaCl 1 mM2y MgCl 2 mM2) y se lavó 3 veces. Los ensayos de multicelularidad se realizaron en placas de agar KK2. Se añadieron inhibidores químicos 100 nM, 500 nM y 1000 nM (Tricostatin A, T8552 BIX 01294 trihidrocloruro hidratado, B9311® -PFI-2, SML1408p Sinefungin, ab144518) a las placas de agar KK2. Los puntos de tiempo de captura de imágenes para el ensayo de multicelularidad con tratamiento químico se establecieron en 8 h, 16 h, 19 hy 24 h. Los puntos de tiempo de captura de imágenes para el ensayo de multicelularidad con cepas mutantes se establecieron en 8 h, 16 h, 21 h, 25 hy 41 h.

Cuantificación del número de células y medición morfológica

Para cuantificar el número de células germinales en los cuerpos fructíferos, el ensayo se realizó como en [78]. El número de células germinales de los cuerpos fructíferos individuales se recogió con una pipeta y se colocó en 20 µl de PBS. Las células se contaron con un hemocitómetro (Hausser Scientific Cat. # 3520). El diámetro del montículo individual y los cuerpos fructíferos se midieron usando un microscopio estéreo Discovery V8.

Ensayo de quimiotaxis

Los ensayos de quimiotaxis se realizaron como en [79]. Brevemente, el protocolo se modificó como sigue. los D. discoideum las células se cultivaron a una densidad de 2 x 10 6 células / ml para el propósito del experimento. Las células se sedimentaron en un tampón KK2 1X (2,2 g de KH2correos4, 0,7 g de K2HPO4). Las células se privaron de alimento durante 5-8 h en un agitador y se resuspendieron a una concentración de 1 x 108 células / ml. Para preparar las placas de quimiotaxis, se hicieron 4 pocillos en las placas de agar 1X KK2 (tampón 1X KK2 y 1,5 g de agar). Se marcaron 4 pequeños puntos a 6 mm del borde de cada pocillo en las placas de agar para mostrar la ubicación de la deposición de las células. Se inyectaron 20 μl de 250 μM de ácido fólico (Millipore Sigma CAS 59-30-3) disuelto en 100 mM de NaOH en los pocillos mediante una pipeta P10 durante 20 min que se absorbió en el agar. 1 μl de D. discoideum se cargaron en los puntos y las placas se incubaron a temperatura ambiente en una cámara humidificada. El movimiento de las células se capturó después de 5 h utilizando el microscopio Zeiss steoREO Discovery V8. El número de celdas se contó en cada dirección (norte, sur, este y oeste) en un rango de ángulo de 30 ° y se trazó en Prisma 8 (Versión 8.1.1).

Tinción con anexina V, yoduro de propidio y azul tripán

La viabilidad celular se examinó mediante tinción con azul tripán (VWR), yoduro de propidio (BD Biosciences) y con anexina V (BD Biosciences). Para la tinción con anexina V, las células se lavaron dos veces con PBS frío y se suspendieron en tampón de unión 1X (Hepes 10 mM pH 7,4, NaCl 140 mM y CaCl 2,5 mM2) a una concentración de 1 millón de células / ml. Se transfirieron cien microlitros de la solución a un tubo nuevo y se agregaron 5 μl de FITC Anexina V a las células y se incubaron durante 15 min a temperatura ambiente en la oscuridad. Se tomaron imágenes de las muestras usando un microscopio fluorescente (Nikon Eclipse E600) con filtro de 485/535 nm (FITC) y las imágenes se analizaron mediante ImageJ (1.0).

Para la tinción con azul tripán, se mezclaron 10 µl de solución al 0,4% de azul tripán con 10 µl de células a 5E5 células / ml. La mezcla se contó en un hemacitómetro inmediatamente después de la mezcla.

Para tinción PI, 1E6 D. discoideum las células se trataron con TSA 1 µM, sinefungina 5 µM o BIX 01294 10 µM durante 6 h. Posteriormente, las células se lavaron y se resuspendieron con PBS frío suplementado con FBS al 5% y se tiñeron con yoduro de propidio 2 mg / ml (BD Biosciences) a temperatura ambiente durante 10 min. Las células teñidas se fijaron con PFA al 1%. Las muestras fueron analizadas por BD LSR Fortessa (BD Biosciences) y el análisis de datos se realizó usando Flow Jo (Tree Star).

Experimento de eliminación de CRISPR-Cas9

El sgRNA todo en uno y el vector de expresión Cas9 pTM1285 se obtuvieron del Centro de Biología Cuantitativa (QBIC) de Riken, Japón. Los sgRNA se diseñaron con la herramienta CRISPOR [80]. El ARNsg se ligó a pTM1285 predigerido con BbsI (NEB) y las células competentes estables se transformaron con la construcción resultante (NEB, C3040). La ligadura se confirmó mediante PCR y secuenciación de Sanger. Los cebadores utilizados fueron oligo de sentido para el objetivo 5'-AGCAN (1) NNNNNNNNNNNNNNNNNN (20) -3 'y tracrRNA 5'-AAGCTTAAAAAAAGCACCGACTCGGTGCC-3'. El cebador de secuenciación fue 5'-AAGCTTAAAAAAAGCACCGACTCGGTGCC-3 '. Los plásmidos validados se transformaron en células utilizando el método de precipitación con fosfato de calcio [81]. En resumen, se coprecipitan 10 μg de ADN plasmídico con 60 μl de CaCl 1,25 M2 en tampón HBS (4,0 g de NaCl, 0,18 g de KCl, 0,05 g de Na2HPO4, 2,5 g de HEPES y 0,5 g de D-glucosa, pH ajustado a 7,1). La solución de ADN se añadió a las placas durante 30 min y luego 12,5 ml de Bis-Tris (2,1 g de Bis-Tris, 10 g de proteosa peptona, 5 g de extracto de levadura y 10 g de D-glucosa en agua destilada, pH ajustado a 7,1 con HCl) durante 4-8 h. El ADN condensado en la superficie celular se transformó en las células con glicerol al 15-18% durante 5 min exactos y se incubó con 12,5 ml de solución de Bis-Tris durante la noche para permitir la expresión del marcador de selección. El medio se reemplazó por HL5 con 10-15 μg / ml de G418 después de 16 h, y se cultivó durante otros 3 días. Las células se sembraron en placas de agar SM con K. aerogenes y se incubó durante 3 a 4 días hasta que se formó la placa. Las células se transfirieron y expandieron en el medio HL5 con 300 µg / ml de estreptomicina. Las cepas knock-out se validaron mediante secuenciación de Sanger.

Sobreexpresión Dictyostelium son

ADNc de hdaD y smcl1 se clonó en el plásmido de sobreexpresión de pJSK123 [82] entre los sitios BamHI y AvrII. Los plásmidos recombinantes se transformaron en células utilizando el método de precipitación con fosfato de calcio [81]. En resumen, se coprecipitan 10 μg de ADN plasmídico con 60 μl de CaCl 1,25 M2 en tampón HBS (4,0 g de NaCl, 0,18 g de KCl, 0,05 g de Na2HPO4, 2,5 g de HEPES y 0,5 g de D-glucosa, pH ajustado a 7,1). La solución de ADN se añadió a las placas durante 30 min y luego 12,5 ml de Bis-Tris (2,1 g de Bis-Tris, 10 g de proteosa peptona, 5 g de extracto de levadura y 10 g de D-glucosa en agua destilada, pH ajustado a 7,1 con HCl) se añadió durante 4-8 h. El ADN condensado en la superficie celular se transformó en las células con glicerol al 15-18% durante 5 min y se incubó con 12,5 ml de solución de Bis-Tris durante la noche para permitir la expresión del marcador de selección. El medio se reemplazó con HL5 con 10-15 μg / ml de G418 después de 16 h, y se cultivó durante otros 3 días. A continuación, las células se sembraron en placas de agar SM con K. aerogenes y se incubó durante 3-4 días hasta que se formaron las placas. Las células se transfirieron y expandieron en el medio HL5 con 300 µg / ml de estreptomicina. Las cepas de sobreexpresión se validaron mediante PCR en tiempo real.

PCR cuantitativa en tiempo real (qRT-PCR)

La expresión diferencial de genes candidatos se analizó mediante qRT-PCR. El ARN total se extrajo de D. discoideum células que utilizan ARN Invitrogen PureLink (Invitrogen, 12183025). La síntesis de cDNA de la primera hebra se realizó utilizando SuperScript III First-Strand Synthesis (Invitrogen, 18080051). La qRT-PCR de cDNA se realizó usando iTaq Universal SYBR Green Supermix (Bio-Rad, 172-5122) en un CFX96 Real-Time System (Bio-Rad). El ensayo de PCR contenía productos de transcripción inversa diluidos 1: 4, mezcla maestra 1X y 200 nM de cada cebador, y se realizó con una desnaturalización inicial de 5 min a 95 ° C seguida de 40 ciclos de 95 ° C durante 5 sy 60 ° C durante 45 s. El mtRNA de D. discoideum se utilizó para la normalización interna de cada gen. Se utilizó el método comparativo Ct (ΔΔCt) para calcular la expresión génica. Las secuencias de cebadores de los genes seleccionados se diseñaron utilizando Macvector (15.5.0). Se utilizaron los siguientes cebadores específicos de genes: mtRNA-forward, 5′-gggtagtttgactggggcgg-3 ′, mtRNA-reverse, 5′-cactttaatgggtgaacacc-3 ′ DDB_G0283437-forward, 5′-gagggtgtataggtacatttgcagag-3 ′ ,34 -tgggttccaatttcccaatcccaaac-3 'DDB_G02813787-adelante, 5'-tccctaacaccaacatcaaccaacga-3', DDB_G02813787-inverso, 5'-tatacatgaccagtttcggaggcaac-3 'DDB_G0288013-adelante, 5'-acaagaaatcgattgggagatgt-3', DDB_G0288013-inverso, 5'-tggcatttgttcttggatttttct-3 ′ DDB_G0279267-forward, 5′-tggctcaccaataccatcacctccat-3 ′, DDB_G0279267-reverse, 5′-cgagttcgaactattgctgttg-3 ′ DDB_G0274899-forward, 5′-ccagagggaaaata-tgttg-3 ′ DDB_G0274899-forward, 5′-ccagagggaaaaa-tgttg-3 ′ DDB_G0274899-forward, 5′-ccagagggaaaaa-tgttg-3 ′ DDB_G0274899-forward, 5′-ccagagggaaaata-tgttg-3 ′ DDB_G0274899-forward, 5′-ccagagggaaaata-tgttg-3 ′ DDB_G0274899-adelante, 5′-ccagagggaaaaa-tgttg-3 ′ , 5′-gcagctggtagtagttcatcca-3 ′, DDB_G0267824-reverse, 5′-tgtgcatattcttctttaccctcaa-3 ′ DDB_G0277333-forward, 5′-tggcatttctcaggcagtttcgacca-3 ′, DDB_G -Gag277′74 accaacgtgctcttcgtcgtttgag-3 ′, DDB_G0293674-reverse, 5′-ggaacgatgtttgtcattacaccac-3 ′ DDB_G0 294934-hacia adelante, 5′- gggtagtttgactggggcgg-3 ′, DDB_G0294934-reverse, 5′- cactttaatgggtgaacacc-3 ′ DDB_G0279267_OE-forward, 5′-tatggatccatgtcaacaattcatc-3 ′, DDB_Og_G0279c-3 ′, DDB_Og_G0279c-3 ′, DDB_Og_G0279c , 5′-tatggatccatggatattgcacaatcaattca-3 ′, DDB_ G0288013_OE-reverse, 5′-tatcctaggctataaagtttttaagaaattttg-3 ′, DDB_G0279267_Cat-forward, 5′- caacaatcatcacaattac-forward, 5′- caacaatcatcacaattac-3′g ′.

Ensayos de fármacos

Se sembraron células T HEK 293 (ATCC CRL-3216) en placas de 6 pocillos durante la noche, luego se trataron con Tricostatina A 0,25 μM, 0,5 μM, 1 μM o 5 μM (T8552, Millipore Sigma) o con 0,5 μM, 1 μM, 5 μM o 10 μM de sinfungina (ab144518) o con 1 μM, 10 μM, 20 μM o 30 μM de BIX 01294 (B0311) durante 16 h. Cada concentración fue semilla con tres réplicas de 1 millón de células antes de la recolección y análisis de los efectos sobre la metilación y acetilación de histonas por transferencia Western.

Análisis de Western Blot

Las células se lisaron con tampón RIPA y se cuantificaron mediante el ensayo de Bradford (Biorad 5000006). Se cargaron de cinco a 10 µg de proteínas para la electroforesis en gel y se transfirieron a una membrana de nitrocelulosa (Bio rad 1620097) con 100 V durante 1,5 h. Las membranas se incubaron en leche al 5% durante 1 ha temperatura ambiente y se incubaron con anticuerpos primarios (dilución 1: 1000). Después de lavar con TBST 3 veces, cada una durante 10 min, las membranas se incubaron con anticuerpo secundario (Millipore 3136001, IgG de conejo, dilución 1: 3000). Las transferencias se hicieron reaccionar con sustrato de HRP quimioluminiscente (Millipore WBKLS0500) y se formaron imágenes en ChemiDoc Touch Imaging System (Bio rad).

Ensayos de desacetilación

La secuencia de codificación del dominio catalítico de hdaD se clonó como una fusión en marco con el vector pET28a marcado con His. La proteína recombinante se expresó en E. coli BL21. La inducción nocturna de la expresión de proteínas se llevó a cabo con IPTG 1 mM a 18 ° C. Las bacterias se recolectaron a 4000 rpm, 4 ° C y se resuspendieron en 10 ml de tampón de lisis de purificación de proteínas (Tris-HCl 50 mM pH 7,5, NaCl 0,25 M, Triton-X al 0,1%, PMSF 1 mM, DTT 1 mM, imidazol 20 mM e inhibidores de proteasa). Después de congelar el sedimento a -80 ° C durante 1 h, el lisado se sonicó con un Bioruptor durante 5 min a alto nivel con 30 s encendido y 30 s apagado. Las proteínas se purificaron con perlas de Ni-NTA (Qiagen). Las proteínas y las perlas se lavaron 3 veces con tampón de lisis de purificación de proteínas antes de incubar las perlas con tampón de elución (imidazol 400 mM en tampón de lisis de purificación de proteínas, pH 8,0) durante 30 min. Los eluidos se dializaron durante la noche a 4ºC con tampón de diálisis (Tris-HCl 50 mM pH 8,0, EDTA 1 mM, DTT 1 mM y glicerol al 20%). Se realizaron ensayos de Bradford y electroforesis en gel de página SDS seguida de tinción de Coomassie para determinar la integridad y cantidad de proteínas purificadas. Las proteínas histonas se purificaron a partir de D. discoideum utilizando el kit de aislamiento de histonas centrales EZExtract (BioVision). Se realizaron reacciones de desacetilación in vitro con 10 μg de proteínas histonas y 5 μg de hdaD proteína o 5 μg de proteína GST-RPA-2 como control. La reacción de desacetilación se realizó en una solución tampón (Tris-HCl 50 mM, KCl 4 mM, MgCl2 4 mM, DTT 0,2 mM, NAD + 1 mM) y se incubó a 30ºC durante 30 min. El análisis de transferencia Western se realizó como se describió previamente.

Análisis de datos de secuenciación de ARN unicelular

D. discoideum se disoció en células individuales de diferentes etapas mediante pipeteo físico con PBS + BSA al 0,04%. Para cada muestra, las células se contaron y se diluyeron a 1000 células / µl en 1X PBS con 0,04% de albúmina de suero bovino (BSA) antes de cargarlas en la máquina 10X Genomics Chromium. Se utilizaron kits de reactivos 10X Chromium Single Cell 3 'v3 de acuerdo con las instrucciones del fabricante para generar bibliotecas de scRNAseq. Las bibliotecas se secuenciaron con extremos emparejados de 150 pb en Illumina Hiseq4000 / Novoseq (Novogene).

Análisis de datos de secuenciación de ARN unicelular

Los archivos Fastq se procesaron con Cell Ranger (versión 3.1.0) (https://support.10xgenomics.com) en el constructor de tuberías DolphinNext [83] para generar la matriz combinada de código de barras y gen. La matriz se cargó en R (versión 3.6.3) y se analizó principalmente con el paquete Seurat ([84], versión 3.1.5). Las celdas de baja calidad o valores atípicos se filtraron de los datos por el siguiente umbral: 200 & lt total Gene count & lt 7000, 500 & lt total UMI count & lt 30000. Las matrices filtradas se normalizaron con SCTransform [85] y redujeron la dimensión con análisis de componentes principales . El efecto de lote se corrigió mediante la armonía [86]. Los componentes principales significativos (PC) se utilizan para generar el gráfico UMAP para la visualización. La agrupación se realizó mediante el algoritmo de Louvain basado en el gráfico de vecino más cercano K. Se utilizó un modelo de vallas adaptado para realizar análisis de expresión diferencial de los grupos individuales [87]. El análisis de Gene Ontology (GO) se realizó con clusterProfiler (versión 3.18.0) [66].

Para el análisis de inferencia de trayectorias, las células de las etapas vegetativa, babosa y fructífera se muestrearon y fusionaron. Los genes no informativos se filtraron manteniendo los genes que expresan 3 UMI por célula durante al menos 10 células.Las matrices filtradas se normalizaron con normalización cuantílica completa y se redujo la dimensión con PCA. Las primeras 3 PC se utilizaron para la agrupación de k-medias y el análisis posterior. Slingshot se realizó para predecir el linaje de multicelularidad [88]. El modelo aditivo generalizado se usó para identificar el gen expresado temporalmente a través del pseudotime.

Microscopio de electrones

Dictyostelium las células se sincronizaron de acuerdo con métodos previamente publicados [89, 90]. Brevemente, las células se cultivaron hasta la fase estacionaria con una densidad de 1,2 x 107 / ml. Estas células se diluyeron en medio HL5 reciente a una densidad de 106 / ml. Luego, las células se cambiaron a incubación a 11,5 ° C durante 20 h en placas de 6 pocillos. En este momento, se añadió TSA 1 µM a las células de control positivo. Las células sincronizadas se fijaron en fijador (glutaraldehído al 2,5%, paraformaldehído al 1,25% y ácido pícrico al 0,03% en tampón de cacodilato de sodio 0,1 M (4,28 g de cacodilato de sodio, 25 g de cloruro de calcio, 2,5 ml de ácido clorhídrico 0,2 N en 200 ml de agua destilada, pH 7.4) con una dilución 1: 1 de medio celular durante 16 ha 4 ° C. Luego, las células se lavaron en tampón cacodilato 0,1 M y se fijaron posteriormente con tetróxido de osmio al 1% (OsO4) / 1,5% de ferrocianuro de potasio (KFeCN6) durante 1 h. Las células se lavaron dos veces en agua y una vez en tampón de maleato (MB) (ácido maleato 50 mM, NaOH 0,2 N) y se incubaron en acetato de uranilo al 1% durante 1 h, seguido de 2 lavados en agua y posterior deshidratación en grados de alcohol ( 10 min cada 50%, 70%, 90%, 2 x 10 min 100%). A continuación, las muestras se pusieron en óxido de propileno durante 1 hora y se infiltraron durante la noche en una mezcla 1: 1 de óxido de propileno y TAAB Epon (TAAB Laboratories Equipment Ltd, https://taab.co.uk). Al día siguiente, las muestras se incluyeron en TAAB Epon y se polimerizaron a 60 ° C durante 48 h. Se cortaron secciones ultrafinas (aproximadamente 60 nm) en un microtomo Reichert Ultracut-S, se recogieron en rejillas de cobre, se tiñeron con citrato de plomo y se examinaron en un microscopio electrónico de transmisión JEOL 1200EX o en un TecnaiG 2 Spirit BioTWIN, y 30 imágenes de cada uno. condición se registraron con una cámara CCD AMT 2 k.

Las proporciones de heterocromatina se cuantificaron con FIJI (Versión 1.0). Se estableció un umbral del 15% para todas las imágenes que luego se binarizaron para revelar regiones de heterocromatina para la cuantificación. Las regiones de heterocromatina se calcularon para cada uno de los 30 núcleos (excluyendo el nucleolo) y se calcularon como un porcentaje.


Componentes de las células eucariotas

En la naturaleza, la relación entre forma y función es evidente en todos los niveles, incluido el nivel de la célula, y esto se aclarará a medida que exploremos las células eucariotas. El principio "la forma sigue a la función" se encuentra en muchos contextos. Por ejemplo, las aves y los peces tienen cuerpos aerodinámicos que les permiten moverse rápidamente a través del medio en el que viven, ya sea aire o agua. Significa que, en general, se puede deducir la función de una estructura mirando su forma, porque las dos coinciden.

A célula eucariota es una célula que tiene un núcleo unido a la membrana y otros compartimentos o sacos unidos a la membrana, llamados orgánulos, que tienen funciones especializadas (Figura 2 y 3). La palabra eucariota significa "núcleo verdadero" o "núcleo verdadero", lo que indica la presencia del núcleo unido a la membrana en estas células. La palabra "orgánulo" significa "órgano pequeño" y, como ya se mencionó, los orgánulos tienen funciones celulares especializadas, al igual que los órganos de su cuerpo tienen funciones especializadas.

Figura 2 Una célula animal típica

figura 3 Una célula vegetal típica.


Eucariotas - Organismos modelo eucariotas

Los científicos se preocupan mucho por curar las enfermedades humanas y comprender el desarrollo humano. Por razones obvias, el uso de seres humanos como objetos experimentales no se considera exactamente ético ni seguro.

Quizás se pregunte cómo estudiamos a los humanos sin usar humanos. La respuesta es mediante el uso de organismos modelo.

A organismo modelo es cualquier especie utilizada para la investigación científica para responder a una pregunta específica. Aunque existe una larga lista de posibles organismos modelo que se podrían utilizar, existe una lista más corta de organismos que se han utilizado ampliamente a lo largo de los años como modelos comunes, lo que los convierte en estándares en la investigación.

Los organismos modelo no tienen que ser eucariotas, pero debido a que todos los eucariotas probablemente evolucionaron a partir de la misma ascendencia común, estudiar a otros eucariotas puede darnos mucha información sobre lo que sucede dentro de nosotros.

Elegir el organismo modelo adecuado para un estudio de investigación es como elegir el automóvil adecuado. Un SUV se adapta a una gran cantidad de equipos de hockey y tiene tracción en las cuatro ruedas para la nieve, pero consume mucha gasolina. Un Ferrari puede ser una mala elección para el mal tiempo y cuesta mucho dinero, pero es un viaje agradable bajo el sol. Una minivan es práctica para los niños, pero no es exactamente el auto más genial que existe. A menos que sea impulsado por padres como este.

El costo, la cantidad de crías y el tiempo de reproducción son solo algunas de las cosas a considerar al elegir el organismo modelo de su elección. El dinero no crece en los árboles y el tiempo es esencial. Cuantos más organismos tenga y más rápido pueda obtenerlos, más grandes serán los experimentos. Ser capaz de manipular genéticamente un organismo significa poder realizar mutaciones fácilmente y estudiar sus efectos.

Sin embargo, no importa cuáles sean las ventajas, el organismo modelo correcto debe ajustarse a la pregunta que está formulando. Por ejemplo, no puede usar un hongo para estudiar el desarrollo de los ojos porque un hongo no tiene ojos.

A continuación, encontrará una encuesta de algunos de los organismos modelo comunes que se utilizan para obtener una mejor visión de los eucariotas.

Arabidopsis

Arabidopsis thaliana es la mejor opción para un organismo modelo eucariota común para el estudio de plantas. Debido a que es una planta y, por lo tanto, se encuentra en un reino diferente al tuyo, no se usa directamente para estudiar a los humanos. Aún así, muchos de los procesos que realizan las células vegetales, como la transcripción y la traducción, son similares a cosas que hacen nuestras células también.

Arabidopsis se utiliza a menudo en estudios de biología genética y molecular para comprender las plantas con flores. Algunas de sus ventajas notables son que se reproduce con relativa rapidez, se puede manipular genéticamente y se ha secuenciado su genoma. Tiene la ventaja adicional de producir bonitas flores blancas, por lo que el laboratorio siempre se verá bien. Como planta con flores, también es una angiosperma.


Arabidopsis thaliana

Levadura

La levadura es un tipo de hongo unicelular. Hay toneladas de diferentes cepas de levadura y muchas se utilizan como organismos modelo. Uno de los organismos modelo de levadura más común es Saccharomyces cerevisiae (o levadura en ciernes o levadura de panadería). Si bien ese no suele ser el enfoque de los estudios sobre la levadura, todos disfrutamos de la levadura de una forma u otra. Estas levaduras no solo son un organismo modelo popular para la investigación eucariota, sino que también producen cerveza, vino y pan.

¿Qué levadura hace la mejor masa de pizza? Esa es una investigación que nos gustaría tener en nuestras manos. Y bocas.

Saccharomyces cerevisiae es un eucariota simple que crece rápidamente y es relativamente barato de mantener. Lo que le falta en las partes del cuerpo humano y las enfermedades, lo compensa con un genoma secuenciado y procesos celulares muy similares. La levadura se ha utilizado como un sistema modelo para estudiar el envejecimiento humano. Ahora, si tan solo pudiéramos lucir tan jóvenes como una levadura en ciernes.


Saccharomyces cerevisiae o levadura en ciernes

Moscas

Pequeñas moscas de la fruta, particularmente Drosophila melanogaster, han sido un insecto utilizado en la investigación de modelos durante mucho tiempo. Es posible que no vea por qué alguien querría estudiar una plaga tan molesta. ¿Con qué frecuencia has ahuyentado a estos tipos de tu pastel de crema de plátano?

Como insecto, las moscas de la fruta son animales del filo Arthropoda. Estos pequeños organismos se utilizan comúnmente para estudiar el desarrollo de partes del cuerpo. Si bien es cierto que no tenemos alas, compartimos algunas de las mismas vías de señalización de proteínas en el desarrollo de las partes humanas.

También es "fácil" mutar moscas. Por lo tanto, se han utilizado como una herramienta genética común para comprender las mutaciones y cómo se heredan. Su corto tiempo de generación significa que podemos estudiar los efectos de las mutaciones rápidamente.

También podemos crear mutantes con ojos de diferentes colores y alas divertidas, o terminar con antenas donde debería estar el trasero de una mosca. Es fácil ver por qué este podría ser un organismo modelo atractivo, ya sabes, cuando no está comiendo tu fruta.


Dibujo de Drosophila melanogaster

Gusanos

Puede ser difícil ver por qué los gusanos también son un organismo modelo tan bueno, pero el gusano redondoCaenorhabditis elegans es una excelente opción para comprender la genética y el desarrollo. Está clasificado como un animal en el filo Nematoda. Que hace C. elegans un buen modelo tiene mucho que ver con el hecho de que este es un organismo transparente. Literalmente no tiene nada que ocultar. Verlo desarrollarse es bastante fácil. De hecho, el destino de cada una de las células del gusano ha sido "mapeado", lo que significa que puede señalar una célula del embrión y saber exactamente dónde terminará y qué será.

Estos gusanos son baratos de criar, fáciles de manipular genéticamente, pueden congelarse a tiempo y soportar condiciones locas. Caso en punto: C. elegans es un modelo popular para estudiar el desarrollo muscular. (Observe cómo funcionan esos músculos). De acuerdo, no se ha probado exactamente la cantidad de press de banca o flexiones de bíceps que puede hacer ... pero literalmente se ha lanzado al espacio para pasar tiempo en la Estación Espacial Internacional para que los científicos Podía ver el efecto de la gravedad en los músculos.

Pez cebra

El pez cebra, o Danio reiro, no es parte cebra, parte pescado. Todo es pescado. También es un pez que parece una cebra.

El pez cebra también es un gran organismo modelo. Es un cordado, como nosotros, y se usa comúnmente para estudiar vertebrados. Podemos usar el pez cebra para estudiar el desarrollo, ya que se desarrolla rápidamente, produce muchas crías y tiene un embrión transparente que facilita la obtención de imágenes de este proceso. Tiene muchos genes comparables al desarrollo y la enfermedad humanos. También podemos guardarlo en peceras con un cofre del tesoro hundido, rocas de acuario azul eléctrico y un barco pirata.


El pez cebra es un sistema modelo de vertebrados común

El ratón doméstico común es también un organismo modelo de cordados popular. Ratones, también conocidos como Mus musculus, no tienen tantas crías por camada ni se reproducen tan rápido en comparación con otros modelos de vertebrados más pequeños, como el pez cebra. Sin embargo, en comparación con los humanos, son una opción mucho mejor para reproducirse rápidamente, produciendo múltiples crías por embarazo, y bien. no siendo humanos. Los ratones, al ser mamíferos como nosotros, comparten muchos homología de genes con los humanos, es decir, muchos genes con secuencia similar y función proteica correspondiente.

Mighty mouse se usa a menudo para la investigación genética y del desarrollo, y muy comúnmente para comprender enfermedades humanas como el cáncer, la diabetes y la obesidad.


Mus musculus, un ratón doméstico común ideal para la investigación y que probablemente también quiera una galleta.

Merienda para el cerebro

La levadura es un eucariota unicelular tan simple, pero hemos podido obtener mucha información valiosa sobre los sistemas biológicos básicos de ellos. Desafortunadamente, con la escasez de dinero en la investigación, ya no son tan populares como un sistema modelo, lo que provocó parodias como esta por parte de los investigadores que los aman.


Capítulo 9 Células eucariotas y organismos multicelulares - Presentación de PowerPoint PPT

Capítulo 9 Células eucariotas y organismos multicelulares Figura CO: Giardia de forma oblonga Cortesía del Dr. Stan Erlandsen / CDC Los orígenes de los eucariotas siguen sin estar claro cuál vino. & ndash presentación de PowerPoint PPT

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Contenido

Las protocélulas primitivas fueron las precursoras de los organismos unicelulares actuales. Aunque el origen de la vida sigue siendo en gran parte un misterio, en la teoría que prevalece actualmente, conocida como la hipótesis del mundo del ARN, las primeras moléculas de ARN habrían sido la base para catalizar las reacciones químicas orgánicas y la autorreplicación. [4]

La compartimentación era necesaria para que las reacciones químicas fueran más probables, así como para diferenciar las reacciones con el entorno externo. Por ejemplo, una ribozima replicadora de ARN temprana puede haber replicado otras ribozimas replicadoras de diferentes secuencias de ARN si no se mantiene separada. [5] Estas células hipotéticas con un genoma de ARN en lugar del genoma de ADN habitual se denominan "ribocélulas" o "ribocitos". [4]

Cuando los anfífilos, como los lípidos, se colocan en agua, las colas hidrofóbicas (que temen al agua) se agregan para formar micelas y vesículas, con los extremos hidrofílicos (que aman el agua) mirando hacia afuera. [2] [5] Las células primitivas probablemente usaron vesículas de ácidos grasos autoensambladas para separar las reacciones químicas y el medio ambiente. [5] Debido a su simplicidad y capacidad para autoensamblarse en agua, es probable que estas simples membranas fueran anteriores a otras formas de moléculas biológicas tempranas. [2]

Los procariotas carecen de orgánulos unidos a la membrana, como las mitocondrias o un núcleo. [6] En cambio, la mayoría de los procariotas tienen una región irregular que contiene ADN, conocida como nucleoide. [7] La ​​mayoría de los procariotas tienen un cromosoma circular único, que contrasta con los eucariotas, que normalmente tienen cromosomas lineales. [8] Nutricionalmente, los procariotas tienen la capacidad de utilizar una amplia gama de material orgánico e inorgánico para su uso en el metabolismo, incluidos azufre, celulosa, amoníaco o nitrito. [9] Los procariotas en su conjunto son omnipresentes en el medio ambiente y también existen en ambientes extremos. [ cita necesaria ]

Bacterias Editar

Las bacterias son una de las formas de vida más antiguas del mundo y se encuentran prácticamente en todas partes en la naturaleza. [9] Muchas bacterias comunes tienen plásmidos, que son moléculas de ADN cortas, circulares y autorreplicantes que están separadas del cromosoma bacteriano. [11] Los plásmidos pueden portar genes responsables de nuevas habilidades, siendo la resistencia a los antibióticos de importancia crítica en la actualidad. [12] Las bacterias se reproducen predominantemente asexualmente a través de un proceso llamado fisión binaria. Sin embargo, alrededor de 80 especies diferentes pueden sufrir un proceso sexual denominado transformación genética natural. [13] La transformación es un proceso bacteriano para transferir ADN de una célula a otra, y aparentemente es una adaptación para reparar el daño del ADN en la célula receptora. [14] Además, los plásmidos se pueden intercambiar mediante el uso de un pilus en un proceso conocido como conjugación. [12]

Las cianobacterias fotosintéticas son posiblemente las bacterias más exitosas y cambiaron la atmósfera primitiva de la tierra oxigenándola. [15] Los estromatolitos, estructuras formadas por capas de carbonato de calcio y sedimentos atrapados que quedan de las cianobacterias y las bacterias comunitarias asociadas, dejaron extensos registros fósiles. [15] [16] La existencia de estromatolitos da un excelente registro en cuanto al desarrollo de cianobacterias, que están representadas en el Archaean (hace 4 mil millones a 2,5 mil millones de años), Proterozoico (hace 2,5 mil millones a 540 millones de años) y Fanerozoico (Hace 540 millones de años hasta la actualidad) eones. [16] Gran parte de los estromatolitos fosilizados del mundo se pueden encontrar en Australia Occidental. [16] Allí se han encontrado algunos de los estromatolitos más antiguos, algunos que datan de hace unos 3.430 millones de años. [dieciséis]

El envejecimiento clonal ocurre naturalmente en las bacterias y aparentemente se debe a la acumulación de daño que puede ocurrir incluso en ausencia de factores estresantes externos. [17]

Archaea Editar

Los respiraderos hidrotermales liberan calor y sulfuro de hidrógeno, lo que permite que los extremófilos sobrevivan gracias al crecimiento quimiolitotrófico. [19] Las arqueas son generalmente similares en apariencia a las bacterias, de ahí su clasificación original como bacterias, pero tienen diferencias moleculares significativas más notables en su estructura de membrana y ARN ribosómico. [20] [21] Al secuenciar el ARN ribosómico, se encontró que las Archaea probablemente se separaron de las bacterias y fueron las precursoras de los eucariotas modernos, y en realidad están más relacionadas filogenéticamente con los eucariotas. [21] Como sugiere su nombre, Archaea proviene de una palabra griega archaios, significa original, antiguo o primitivo. [22]

Algunas arqueas habitan en los entornos biológicamente más inhóspitos de la tierra, y se cree que de alguna manera imitan las condiciones tempranas y duras a las que probablemente estuvo expuesta la vida [ cita necesaria ]. Ejemplos de estos extremófilos arcaicos son los siguientes:

    , temperatura de crecimiento óptima de 50 ° C-110 ° C, incluidos los géneros Pyrobaculum, Pyrodictium, Pyrococcus, Thermus aquaticus y Melanopyrus.[23], temperatura óptima de crecimiento inferior a 15 ° C, incluidos los géneros Metanogenio y Halorubrum.[23], pH de crecimiento óptimo superior a 8, incluido el género Natronomonas. [23] [24], pH de crecimiento óptimo inferior a 3, incluidos los géneros Sulfolobus y Picrophilus. [23] [25], (también conocidos como barófilos), prefieren altas presiones de hasta 130 MPa, como los entornos oceánicos profundos, incluidos los géneros Methanococcus y Pyrococcus. [23], crecen óptimamente en altas concentraciones de sal entre 0,2 M y 5,2 M NaCl, incluidos los géneros Haloarcula, Haloferax, Halococcus. [23][26]

Los metanógenos son un subconjunto importante de arqueas e incluyen muchos extremófilos, pero también son omnipresentes en ambientes de humedales, así como en los rumiantes y el intestino posterior de los animales. [27] Este proceso utiliza hidrógeno para reducir el dióxido de carbono en metano, liberando energía en la forma utilizable de trifosfato de adenosina. [27] Son los únicos organismos conocidos capaces de producir metano. [28] En condiciones ambientales estresantes que causan daño al ADN, algunas especies de arqueas se agregan y transfieren ADN entre las células. [29] La función de esta transferencia parece ser reemplazar la información de la secuencia de ADN dañada en la célula receptora por información de la secuencia no dañada de la célula donante. [30]

Las células eucariotas contienen orgánulos unidos a la membrana, como mitocondrias, un núcleo y cloroplastos. Las células procariotas probablemente se convirtieron en células eucariotas hace entre 2.0 y 1.4 mil millones de años. [31] Este fue un paso importante en la evolución. A diferencia de los procariotas, los eucariotas se reproducen mediante mitosis y meiosis. El sexo parece ser un atributo omnipresente, antiguo e inherente de la vida eucariota. [32] La meiosis, un verdadero proceso sexual, permite la reparación recombinacional eficiente del daño del ADN [14] y una mayor variedad de diversidad genética mediante la combinación del ADN de los padres seguido de la recombinación. [31] Las funciones metabólicas en eucariotas también están más especializadas al dividir procesos específicos en orgánulos. [ cita necesaria ]

La teoría endosimbiótica sostiene que las mitocondrias y los cloroplastos tienen orígenes bacterianos. Ambos orgánulos contienen sus propios conjuntos de ADN y tienen ribosomas similares a bacterias. Es probable que las mitocondrias modernas fueran una vez una especie similar a Rickettsia, con la capacidad parasitaria de entrar en una célula. [33] Sin embargo, si las bacterias fueran capaces de respirar, habría sido beneficioso para la célula más grande permitir que el parásito viviera a cambio de energía y desintoxicación de oxígeno. [33] Los cloroplastos probablemente se convirtieron en simbilantes a través de un conjunto similar de eventos, y lo más probable es que sean descendientes de cianobacterias. [34] Si bien no todos los eucariotas tienen mitocondrias o cloroplastos, las mitocondrias se encuentran en la mayoría de los eucariotas y los cloroplastos se encuentran en todas las plantas y algas. La fotosíntesis y la respiración son esencialmente opuestas entre sí, y el advenimiento de la respiración junto con la fotosíntesis permitió un acceso mucho mayor a la energía que la fermentación sola. [ cita necesaria ]

Protozoos editar

Los protozoos se definen en gran medida por su método de locomoción, incluidos flagelos, cilios y pseudópodos. [35] Si bien ha habido un debate considerable sobre la clasificación de los protozoos causada por su gran diversidad, en un sistema hay actualmente siete phyla reconocidos bajo el reino Protozoa: Euglenozoa, Amoebozoa, Choanozoa sensu Cavalier-Smith, Loukozoa, Percolozoa, Microsporidia y Sulcozoa. [36] [37] Los protozoos, como las plantas y los animales, pueden considerarse heterótrofos o autótrofos. [33] A los autótrofos les gusta Euglena son capaces de producir su energía mediante la fotosíntesis, mientras que los protozoos heterótrofos consumen alimentos canalizándolos a través de un esófago con forma de boca o envolviéndolos con pseudópodos, una forma de fagocitosis. [33] Si bien los protozoos se reproducen principalmente asexualmente, algunos protozoos son capaces de reproducirse sexualmente. [33] Los protozoos con capacidad sexual incluyen las especies patógenas Plasmodium falciparum, Toxoplasma gondii, Trypanosoma brucei, Giardia duodenalis y Leishmania especies. [14]

Ciliophora, o ciliados, son un grupo de protistas que utilizan cilios para la locomoción. Ejemplos incluyen Paramecio, Stentors, y Vorticella. [38] Los ciliados son muy abundantes en casi todos los entornos donde se puede encontrar agua, y los cilios laten rítmicamente para impulsar al organismo. [39] Muchos ciliados tienen tricocistos, que son orgánulos en forma de lanza que pueden descargarse para atrapar presas, anclarse o para defenderse. [40] [41] Los ciliados también son capaces de reproducirse sexualmente y utilizan dos núcleos exclusivos de los ciliados: un macronúcleo para el control metabólico normal y un micronúcleo separado que sufre meiosis. [40] Ejemplos de estos ciliados son Paramecio y Tetrahymena que probablemente emplean la recombinación meiótica para reparar el daño del ADN adquirido en condiciones estresantes. [ cita necesaria ]

Los Amebozoa utilizan pseudópodos y flujo citoplasmático para moverse en su entorno. Entamoeba histolytica es la causa de la disentería amebiana. [42] Entamoeba histolytica parece ser capaz de meiosis. [43]

Algas unicelulares Editar

Las algas unicelulares son autótrofas vegetales y contienen clorofila. [44] Incluyen grupos que tienen especies tanto multicelulares como unicelulares:

    , algas flageladas, en su mayoría unicelulares, que se encuentran a menudo en agua dulce. [44] A diferencia de la mayoría de las otras algas, carecen de paredes celulares y pueden ser mixotróficas (tanto autótrofas como heterótrofas). [44] Un ejemplo es Euglena gracilis. (algas verdes), principalmente algas unicelulares que se encuentran en agua dulce. [44] Las clorofitas son de particular importancia porque se cree que están más estrechamente relacionadas con la evolución de las plantas terrestres. [45], algas unicelulares que tienen paredes celulares silíceas. [46] Son la forma más abundante de algas en el océano, aunque también se pueden encontrar en agua dulce. [46] Representan alrededor del 40% de la producción marina primaria del mundo y producen alrededor del 25% del oxígeno del mundo. [47] Las diatomeas son muy diversas y comprenden alrededor de 100.000 especies. [47], algas flageladas unicelulares, algunas de las cuales están blindadas con celulosa. [48] ​​Los dinoflagelados pueden ser mixotróficos y son las algas responsables de la marea roja. [45] Algunos dinoflagelados, como Pyrocystis fusiformis, son capaces de bioluminiscencia. [49]

Hongos unicelulares Editar

Los hongos unicelulares incluyen las levaduras. Los hongos se encuentran en la mayoría de los hábitats, aunque la mayoría se encuentran en tierra. [50] Las levaduras se reproducen a través de la mitosis, y muchas usan un proceso llamado gemación, donde la mayor parte del citoplasma es retenido por la célula madre. [50] Saccharomyces cerevisiae fermenta los carbohidratos en dióxido de carbono y alcohol, y se utiliza en la elaboración de cerveza y pan. [51] S. cerevisiae también es un organismo modelo importante, ya que es un organismo eucariota que es fácil de cultivar. Se ha utilizado para investigar el cáncer y las enfermedades neurodegenerativas, así como para comprender el ciclo celular. [52] [53] Además, la investigación que utiliza S. cerevisiae ha jugado un papel central en la comprensión del mecanismo de recombinación meiótica y la función adaptativa de la meiosis. Candida spp. son responsables de la candidiasis, que causan infecciones de la boca y / o garganta (conocidas como aftas) y la vagina (comúnmente llamadas infecciones por hongos). [54]

La mayoría de los organismos unicelulares son de tamaño microscópico y, por tanto, se clasifican como microorganismos. Sin embargo, algunos protistas y bacterias unicelulares son macroscópicos y visibles a simple vista. [55] Los ejemplos incluyen:


Figura 14.10 En las células eucariotas, la síntesis de ADN y ARN se produce en un compartimento separado de la síntesis de proteínas. En las células procariotas, ambos procesos ocurren juntos. ¿Qué ventajas podría tener separar los procesos? ¿Qué ventajas podría tener que ocurrieran juntos?

Figura 14.10 En las células eucariotas, la síntesis de ADN y ARN se produce en un compartimento separado de la síntesis de proteínas. En las células procariotas, ambos procesos ocurren juntos. ¿Qué ventajas podría tener separar los procesos? ¿Qué ventajas podría tener que ocurrieran juntos?

Las ventajas de los procesos separados de síntesis, transcripción y traducción de ADN en eucariotas y lo mismo ocurre juntos en procariotas.

Introducción:

Los procariotas son organismos unicelulares que carecen de un núcleo bien definido y de orgánulos celulares unidos a la membrana. Los eucariotas son organismos unicelulares o multicelulares con un núcleo bien definido cubierto por una membrana nuclear, que muestra el nucleoplasma y el nucleolo junto con los orgánulos unidos a la membrana en su citoplasma, como las mitocondrias, el retículo endoplásmico, los cuerpos de Golgi, el cloroplasto. Los procariotas y eucariotas también difieren en la síntesis de ADN, ARN y proteínas.

Explicación de la solución

En los procariotas, la síntesis de ADN y ARN se produce en el citoplasma de la célula. La ausencia de compartimentación en los procariotas hace que la síntesis de ARN y proteínas ocurra simultáneamente, lo que ayuda a su síntesis más rápida y permite que la célula se reproduzca a un ritmo más rápido. Esta reproducción más rápida puede provocar cambios en la célula y puede ayudar a que las células evolucionen.

En eucariotas, la síntesis de ADN tiene lugar en el núcleo de la célula mediante un proceso llamado replicación del ADN. La síntesis de ARN ocurre en el citoplasma de la célula. Las ventajas de esta separación son que las proteínas más complejas y los productos de ARN se forman por separado mediante un conjunto de pasos específicos con un daño mínimo para ellos. Esto también evita la interacción de estas moléculas entre sí y ayuda a regular la expresión génica.

Por lo tanto, la separación de la síntesis de ADN y ARN de la síntesis de proteínas en eucariotas ayuda a la formación de los productos complejos con un daño mínimo y su síntesis en procariotas que ocurren juntos hace que se reproduzcan rápidamente.

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